Отчет по практике: Технология производства колбас на Таганском мясоперерабатывающем заводе

При укладке шкур, консервированных на длительное хранение используют смесь, состоящую из хлорида натрия (9 – 10 % массы сырья), кальцинированной соды (1 %) и парадихлорбензола (0,4 %) или кремнефтористого натрия (1 %).

Посолочную смесь приготавливают в смесительных барабанах, или вручную, определяя готовность смеси по равномерности её цвета. Правильность приготовления состава для кислотно-солевого консервирования определяют путем контроля за содержанием соли, алюмокалиевых квасцов, присутствием хлористого или сернокислого аммония и равномерностью их распределения в смеси.

При консервировании сухим посолом соль или посолочную смесь наносят на мездровую сторону шкуры вручную.

Сухим посолом вручную консервируют шкуры КРС и свиней. После нанесения посолочной смеси шкуры определенным образом укладывают в штабеля (одинарный, вразбежку или укрупненный). Штабеля должны иметь небольшой скат к краям и возвышение в середине для стекания рассола. В процессе посола контролируют соблюдение режимов и условий консервирования шкур, в соответствии с табл.3.

Таблица 3. Режим и условия консервирования шкур

Контроль обработки шкур

На процесс консервирования и качество шкур влияют факторы:

·  Продолжительность периода между снятием шкуры и началом её консервирования ;

·  Степень обескровливания в процессе убоя;

·  Тщательность удаления со шкуры крови и различных других загрязнений;

·  Таличие подкожной жировой клетчатки и степень развития жировой ткани в толще шкуры;

·  Степень развития шерстного покрова;

·  Правильность соблюдения режимов консервирования шкур, приготовления и использования консервантов.

В тканях шкур после снятия происходят автолитические и микробиологические изменения, интенсивность которых существенно зависит от температурных режимов. Если шкуры не сразу направляют на консервирование, а какое-то время хранят (особенно в неохлаждаемых помещениях), возможны изменения структуры дермы и эпидермиса с образованием пороков шкур. Остающаяся при плохом обескровливании в тканях шкуры кровь ускоряет процессы микробиологической порчи.

Наличие развитой подкожной клетчатки и жировых включений в толще шкур тормозит диффузионные процессы перераспределения консервирующих веществ и воды и ухудшает условия консервирования. Предшествующее консервированию мездрение сокращает продолжительность процесса и улучшает качество консервированных шкур.

Первый этап обработки шкур – обрядка, которая заключается в снятии со шкур утяжелителей. Со шкур удаляют прирези мяса и жира, сгустки крови, навал и другие утяжелители. При обрядке шкур КРС вначале удаляют навал, а затем в случае необходимости – прирези мяса и жира, не отделенные после снятия шкур.

Такая последовательность операций снижает возможность повреждения шкуры. Перед удалением навал увлажняют (размачивают) водопроводной водой или 1 – 5 %-ным раствором соли. Температура раствора в ванне не выше 25° С, продолжительность выдержки шкур в ванне не более 30 мин, использование раствора однократное. Для удаления навала используют специальные скребки. Прирези мяса и жира, не удаленные непосредственно после снятия шкур, отделяют на мездрильных машинах.

Со свиных шкур и крупонов снимают подкожную жировую клетчатку на мездрильных машинах (ММГ-2200-К, ММГ-2200-2К).

Интервал времени между снятием шкуры с туши и её консервированием не должен превышать 3 ч для КРС и 2 ч для свиней.

Шкуры различных видов скота консервируют отдельно. В зависимости от типа сырья и конкретных условий производства консервирование проводят сухим посолом (посол в расстил).

При консервировании контролируют правильность приготовления посолочной смеси.

Консервирование шкур сухим посолом проводят посолочной смесью, включающей поваренную соль и один из антисептиков.

Определения качества консервированных шкур

После завершения консервирования определяют массу и площадь поверхности шкур. Массу шкур находят путем взвешивания на весах с точностью до 0,1 кг. Чистую массу консервированных шкур устанавливают с учетом массы находящихся на шкуре утяжелителей, а также недосола и сверхусола. Проводят также органолептическую оценку шкур и определяют величину усола.

В результате физико-химических исследований определяют массовую долю влаги, соли, наличие кальцинированной соды.

Органолептические исследования

Органолептическую оценку шкур (с шерстной и мездровой сторон) проводят на специальном просвечивающем столе. При этом выявляют пороки шкуры, прижизненные и появившиеся в ходе её снятия и консервирования. На предприятии нет своей лаборатории, которая занималась бы исследованием кожевенного сырья.

Все поверхности в цехе раз в неделю моют мылом. Оборудование и инвентарь после окончания работы очищают, моют раствором кальцинированной соды (0,5 – 2 %). Ежемесячно поверхности стен, полы, оборудование и инвентарь обеззараживают раствором хлорной извести (2% активного хлора).

В шкуроконсервировочный цех направляют только шкуры здоровых животных. При сдаче шкур кожевенному заводу выдается ветеринарное свидетельство формы № 3, удостоверяющее благополучие шкур по заразным заболеваниям, и накладная.

12. Лаборатория ветеринарно-санитарной экспертизы

Перечень основного оборудования в лаборатории

Лаборатория ветсанэкспертизы на Таганском мясоперерабатывающем предприятии оснащена достаточно современным оборудованием.

Для взвешивания проб имеются технические весы, а также для большей точности в пользовании сотрудников имеются аналитические весы.

Для проведения физического анализа на влажность мясной продукции, а также для удаления влаги из песка (используемого для определения той же влаги в пробе) в рабочем состоянии находятся два сухожаровых шкафа на 1200C и на 500C; автоклавы, термостаты. Для хранения реактивов, по инструкции нуждающихся в хранении при низких температурах (+4 - +60C), лаборатория оснащена холодильником. В пользовании сотрудников лаборатории имеется электрическая мясорубка, предназначенная для измельчения и придания однородности пробе. Для проведения анализа на содержание нитрита натрия в исследуемой пробе сотрудники пользуются полуавтоматическим прибором фотометр «КФК-3». Электрическая плитка для проведения анализа на количество содержащейся соли в пробе колбасных изделий (водяная баня). Также в достаточном количестве физико-химический отдел снабжен различной лабораторной посудой.

Функции сотрудников лаборатории микробиологического отдела заключается в отборе проб колбасных изделий на:

ü  определение общего количества микробов в 1 г продукта

ü  определение бактерий групп кишечной палочки в 1 г продукта

ü  определение бактерий из рода сальмонелл в 25 г продукта

ü  определение сульфитвосстанавливающих клостридий

ü  определение Proteus в 1 г продукта

ü  определение коагулазоположительных стафилококков в 1 г продукта

ü  определение L. monocytogenes в 25 г продукта

ü  определение дрожжей и плесеней

В основном пробы колбасных изделий берут с каждой партии товара, выпущенной одной сменой. Также поступают образцы испытательной продукции из технологического отдела.

Согласно ГОСТу 9958-81 проведение анализов в микробиологическом отделе осуществляется следующим способом.

Отбор проб для бактериологических испытаний (ГОСТ 9792-73)

Для бактериологических испытаний пробы отрезают стерильным ножом или другими стерильными инструментами. От изделий в оболочке и продуктов из свинины, баранины, говядины и мяса других видов убойных животных и птиц массой более 2 кг – в количестве двух для всех видов испытаний причем при одновременном отборе единиц продукции для органолептических, химических и бактериологических испытаний от каждой единицы продукции в первую очередь отбирают для бактериологических испытаний. От изделий без оболочки – не менее трех для каждого вида испытаний. При получении неудовлетворительных результатов испытаний хотя бы по одному из показателей проводят повторный отбор удвоенного количества единиц продукции. Результаты повторных испытаний распространяются на всю партию.

Отбор проб для органолептических и химических испытаний

Из отобранных единиц продукции берут точечные пробы и из них составляют объединенные пробы.

Определение общего количества микробов в 1 г продукта

Метод не распространяется на сырокопченые колбасы.

Сущность метода заключается в способности мезофильных аэробов и факультативных анаэробов расти на питательном агаре при температуре (30 + 0,5)0C с образованием колоний, видимых при увеличении 5*.

Проведение анализа

Питательный агар расплавляют на водяной бане и охлаждают до температуры 450C. Стерильные чашки Петри раскладывают на столе, подписывают наименование анализируемого продукта, дату посева и количество посеянного продукта. Из каждой пробы должно быть сделано не менее двух посевов, различных по объему, взятых с таким расчетом, чтобы на чашках выросло от 30 до 300 колоний. При этом на одну чашку Петри проводят посев 0,1 г, а на другую – 0,01 г продукта.

Для посева 0,1 г продукта готовят первое десятикратное разведение испытуемой взвеси: стерильной пипеткой с широким концом отбирают 5 см3 испытуемой взвеси (приготовленной по), переносят ее в пробирку с 5 см3 стерильного физиологического раствора или пептонной воды. Конец пипетки должен быть опущен ниже поверхности раствора, не прикасаясь к стенкам пробирки, чтобы избежать смывания бактерий с наружной стороны. 1 см3 полученного раствора содержит 0,1 г испытуемого продукта. Другой стерильной пипеткой тщательно перемешивают содержимое пробирки продуванием, отбирают 1 см3 и переносят в стерильную чашку Петри, слегка приоткрывая крышку.

Для посева 0,01 г продукта готовят следующее разведение: другой стерильной пипеткой тщательно перемешивают содержимое пробирки, отбирают 1 см3 и переносят в пробирку с 9 см3 стерильного физиологического раствора. 1 см3 испытуемого раствора вторичного разведения содержит 0,01 г испытуемого продукта. 1 см3 этого раствора переносят в стерильную чашку Петри, как описано выше. При необходимости таким же образом готовят следующие разведения. После внесения разведения анализируемой взвеси в чашки Петри чашку заливают 12 – 15 см3 расплавленного и охлажденного питательного агара при фламбировании краев пробирки или бутылки, где он содержится. Быстро смешивают с мясопептонным питательным агаром, осторожно наклоняя или вращая чашку по поверхности стола. Необходимо избегать образования пузырьков воздуха, незалитых участков дна чашки Петри, попадания среды на края и крышку чашки.

Для того, чтобы помешать развитию на поверхности агара спорообразующих микробов и бактерий группы протея в Н-форме, допускается наслоение расплавленного и охлажденного до температуры 45 – 50 °С голодного агара толщиной 3 – 4 мм. После застывания агара чашки Петри перевертывают и помещают в термостат с температурой 30 0C на 72 ч. Через 72 ч подсчитывают общее количество колоний бактерий, выросших на чашках. Колонии, выросшие как на поверхности, так и в глубине агара, подсчитывают при помощи лупы с пятикратным увеличением или специальным прибором с лупой. Для этого чашку кладут вверх дном на черный фон и каждую колонию отмечают со стороны дна тушью или чернилами для стекла.

Обработка результатов

Для определения общего количества микробов в 1 г продукта подсчитанное количество колоний умножают на степень разведения анализируемого продукта.

За окончательный результат определения количества бактерий в 1 г анализируемого продукта принимают среднее арифметическое результатов подсчета двух чашек разной массы продукта.

Определение бактерий группы кишечной палочки в 1 г продукта.

Сущность метода заключается на способности бактерий группы кишечной палочки расщеплять глюкозу и лактозу. При этом в средах «ХБ», Хейфеца и КОДА образуются кислые продукты, меняющие цвет индикаторов, а в среде Кесслер в поплавке образуется газ вследствие расщепления лактозы. Цель определения этой группы бактерий – проверка соблюдения режима варки колбас или санитарно-гигиенических условий в процессе производства сырокопченых колбасных изделий.

При микробиологическом контроле колбасных изделий в производственных лабораториях можно ограничиваться обнаружением бактерий из группы кишечной палочки без их биохимической дифференциации.

Проведение анализа

В пробирки, содержащие по 5 см3 – среды «ХБ», среды Хейфеца двойной концентрации или среды КОДА, вносят по 5 см3 испытуемой взвеси стерильной пипеткой вместимостью 5—10 см3 с широким концом.

Допускается применение среды Кесслер по 10 см3.

Пробирки со средой «ХБ» или Кесслер, или Хейфеца, или КОДА помещают в термостат с температурой (37 ± 0,5) °С на 18 – 20 часов.

Посевы смывов, отобранных тампонами с поверхности изделий без оболочки, выдерживают при температуре 43 °С (для обнаружения повторного бактериального загрязнения).

При росте бактерий группы кишечной палочки среды «ХБ» и КОДА окрашиваются в желтый цвет, среда Хейфеца приобретает также желтый цвет, который может меняться до салатно-зеленого, на среде Кесслер в поплавке образуется газ.

Для окончательного заключения о присутствии в продукте бактерий группы кишечной палочки проводят высев со среды Кесслер (забродившие пробирки) или Хейфеца ( изменение цвета среды) в чашки Петри со средой Эндо или Плоскирева, или Левина. Чашки Петри помещают в термостат с температурой 37 °С. Через 18 – 20 ч посевы просматривают. На среде Эндо бактерии группы кишечной палочки образуют темно-красные колонии с металлическим блеском или розово-красные без блеска, на среде Плоскирева — кирпично-красные с глянцевой поверхностью, на среде Левина — темно-фиолетовые колонии или фиолетово-черные блестящие. Из подозреваемых колоний готовят мазки, которые окрашивают по Граму.

Специфическое изменение среды «ХБ» и КОДА не требует дальнейшего подтверждения.

При заведомо высокой обсеменности анализируемый продукт массой не более 0,25 г помещают в пустую пробирку, в которую закладывают комочек стерильной фильтровальной бумаги размером 5x5 см, и стерильной стеклянной палочкой или фламбированной проволокой проталкивают материал до дна (не уплотняя), в пробирку наливают среду «ХБ», КОДА или Хейфеца (нормальной концентрации), заполняя ее на 3/4 высоты пробирки. Пробирки помещают в термостат с температурой 37 °С на 8 – 10 ч. При росте бактерий группы кишечной палочки на среде «ХБ» и КОДА среда изменяет свой цвет из фиолетово-пурпурного в желтый. При росте бактерий группы кишечной палочки на среде Хейфеца среда изменяет свой цвет из красно-фиолетового в желтый, которым затем может меняться до салатно-зеленого.

Пробы, отобранные с поверхности изделий без оболочки тампонами, анализируют аналогично.

Обработка результатов

Обнаружение грамотрицательных не образующих спор палочек, специфически изменяющих цвет жидких дифференциально-диагностических сред и образующих характерные колонии на элективных средах с лактозой, указывает на наличие бактерий группы кишечной палочки.

Определение бактерий из рода сальмонелл в 25 г продукта.

Сущность метода заключается в определении характерного роста сальмонелл на элективных средах и установлении биохимических и серологических свойств.

Проведение анализа

Навеску продукта массой 25 г от объединенной пробы вносят во флакон Сокслета, содержащий 100 см3 среды обогащения (Мюллера, Кауфмана, хлористо-магниевой среды М). Жидкость во флаконе должна подняться до метки 125 см3. Флаконы тщательно встряхивают и помещают в термостат с температурой 37 °С. Через 16 – 24 ч после тщательного перемешивания с помощью бактериологической петли (диаметр 0,4—0,5 мм) или пастеровской пипетки проводят посев из среды обогащения в чашки Петри с предварительно подсушенной средой Эндо, БФА, Плоскирева, Левина или висмут-сульфит-агар (по выбору).

Чашки с посевами помещают в термостат с температурой 37 °С; посевы просматривают через 16 – 48 ч, на висмут-сульфит-агаре — через 24 – 48 ч.

На среде Эндо бактерии из рода сальмонелл образует бесцветные или с розовым оттенком колонии.

На среде БФА сальмонеллы образуют крупные, гладкие, красноватого оттенка прозрачные колонии (колонии сальмонеллы, как и на среде Эндо — мелкие). Бактерии группы кишечной палочки образуют колонии желто-зеленоватого цвета. Бактерии группы протея дают рост через 72 ч.

На среде Плоскирева сальмонеллы растут в виде бесцветных колоний, но колонии более плотные и несколько меньшего размера, чем на среде Эндо.

На среде Левина сальмонеллы растут в виде прозрачных, бледных, нежно-розовых или розовато-фиолетовых колоний.

На висмут-сульфитном агаре сальмонеллы растут в виде черных или коричневых колоний с характерным металлическим блеском. При этом наблюдается прокрашивание в черный цвет участка среды под колонией. Исключение составляют некоторые серологические типы и группы С, которые на этой среде растут в виде нежных светло-зеленых или крупных серовато-зеленых колоний.

Изолированные колонии, характерные для бактерий из рода сальмонелл, пересевают на трехсахарный агар Крумвиде-Олькеницкого в модификации Ковальчука штрихом по скошенной поверхности и уколом в столбик. Посевы помещают на 12 – 16 ч в термостат с температурой 37 °С.

При росте бактерий из рода сальмонелл цвет скошенной поверхности среды Крумвиде-Олькеницкого в модификации Ковальчука – розовый, столбик — желто-бурый; газообразование устанавливают по наличию трещин и разрыву столбика агара, сероводородообразующие – вызывают потемнение столбика.

Другие грамнегативные бактерии дают следующие изменения цвета среды:

ü бактерии группы кишечной палочки — вся среда окрашивается в синий или сине-зеленый цвет с образованием газа или без него;

ü бактерии из группы протея — среда окрашивается в ярко-красный цвет, может образоваться черный осадок;

ü шигеллы и возбудители брюшного тифа — косяк окрашивается розовый цвет, столбик — в синий или сине-зеленый.

Допускается вместо среды Крумвиде-Олькеницкого в модификации Ковальчука посев на углеводные среды в короткий пестрый ряд, включая среды с глюкозой, лактозой, сахарозой, маннитом и мальтозой, полужидкий агар уколом (для определения подвижности) и бульон Хоттингера для определения образования индола и сероводорода.

Для дальнейшей идентификации бактерий готовят мазки, которые окрашивают по Граму, микроскопируют и изучают серологические свойства микроорганизмов путем постановки пробной агглютинации на предметном стекле с агглютинирующей адсорбированной поливалентной сальмонеллез-ной О-сывороткой. При получении положительной реакции на стекле с поливалентной сывороткой проводят идентификацию с помощью монорецепторных агглютинирующих О-сывороток.

Установив серологическую группу, которой относятся исследуемые бактерии, с помощью Н-сывороток определяют тип бактерий.

Обработка результатов

Обнаружение подвижных (кроме S. pullorum и S. gallinarum) грамотрицательных палочек, дающих характерный рост на элективных средах, неферментирующих лактозу и сахарозу, ферментирующих глюкозу и маннит с образованием кислоты и газа (S. typhi suis не ферментирует маннит), дающих положительную реакцию агглютинации с монорецепторными О- и Н-сальмонеллезными сыворотками, указывает на наличие бактерий из рода сальмонелл.

Определение коагулазоположительных стафилококков

Сущность метода заключается в определении морфологии, характера роста на питательных средах и в способности отдельных стафилококков продуцировать лецитиназу и коагулировать цитратную плазму крови кролика под воздействием фермента коагулазы.

Страницы: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7