Ветеринарно-санитарная оценка вареных колбас при использовании различных добавок

После внесения разведения анализируемой взвеси в чашке Петри чашку залили

12-15 куб. см расплавленного и охлажденного питательного агара при

фламбировании краев пробирки или бутылки, где он содержится. Быстро

смешивали с мясопептонным питательным агаром, осторожно наклоняя или вращая

чашку по поверхности стола. Необходимо избегать образования пузырьков

воздуха, незалитых участков дна чашки, попадания среды на края и крышку

чашки. Для того, чтобы помешать развитию на поверхности спорообразующих

микробов и бактерий группы протея в Н-форме, допускают наслоение

расплавленного и охлажденного до температуры 45-50° С холодного агара

толщиной 3-4 мм.

После застывания агара, чашки Петри переворачивали и помещали в термостат в

температурой 37° С на 48 часов. Через 48 часов подсчитывали общее число

колоний бактерий, выросших на чашках. Колонии, выросшие на поверхности, а

также в глубине агара, подсчитывали с помощью лупы с пятикратным

увеличением или специальным прибором с лупой. Для этого чашку клали вверх

дном на черный фон и каждую колонию отмечали со стороны дна тушью или

чернилами для стекла.

Для определения общего количества микробов в 1 г продукта подсчитанное

количество колоний умножали на степень разведения анализируемого продукта.

За окончательный результат определения количества бактерий в 1 г

анализируемого продукта принимали среднее арифметическое результатов

подсчета двух чашек разной массы продукта.

Определение бактерий группы кишечной палочки в 1 г продукта. Сущность

метода заключается в способности бактерий группы кишечной палочки

расщеплять глюкозу и лактозу. При этом в средах «ХБ», Хейфеца и КОДА

образуются кислые продукты, меняющие цвет индикаторов, а в среде «Кесслер»

в поплавке образуется газ вследствие расщепления глюкозы.

Цель определения этой группы бактерий – проверка соблюдения режима при

варке колбас.

При микробиологическом контроле колбасных изделий в производственных

лабораториях можно ограничиваться обнаружением бактерий из группы кишечной

палочки без их биохимической идентификации.

В пробирки, содержащие по 5 куб. см среды «ХБ», среды Хейфеца двойной

концентрации или среды КОДА, вносили по 5 куб. см испытуемой взвеси

стерильной пипеткой вместимостью 5-10 куб. см с широким концом.

Допускается применение среды Кесслер по 10 куб. см.

Пробирки со средами «ХБ», Кесслер, Хейфеца и КОДА поместили в термостат с

температурой 37° С на 18–20 часов.

При росте бактерий группы кишечной палочки среды «ХБ» и КОДА окрашивалась в

желтый цвет, среда Хейфеца приобретала также желтый цвет, который может

меняться до салатно-зеленого, на среде Кесслер в поплавке образуется газ.

Для окончательного заключения о присутствии в продукте бактерий группы

кишечной палочки проводили высев со среды Кесслер (забродившие пробирки)

или Хейфеца (изменившие цвета среды) в чашки Петри со средой Эндо или

Плоскирева, или Левина. Чашки Петри помещали в термостат с температурой 37°

С. Через 18-20 часов посевы просматривали. На среде Эндо бактерии группы

кишечной палочки образуют темно-красные колонии с металлическим блеском или

розово-красные без блеска, на среде Плоскирева – кирпично-красные с

глянцевой поверхностью, на среде Левина – темно-фиолетовые колонии или

фиолетово-черные блестящие. Из подозреваемых колоний готовили мазки,

которые окрашивали по Граму.

Специфическое изменение среды «ХБ» и КОДА не требует дальнейшего

подтверждения.

При заведомо высокой обсемененности анализируемый продукт массой не более

0,25 г помещали в пустую пробирку, в которую закладывали комочек стерильной

фильтрованной бумаги размером 5 Ч 5 см, и стерильной стеклянной палочкой

или фламбированной проволокой подталкивали материал до дна (не уплотняя), в

пробирку наливали среду «ХБ», КОДА или Хейфеца (нормальной концентрации),

заполняя ее на 3\4 высоты пробирки. Пробирки помещали в термостат с

температурой 37° С. на 8-10 часов. При росте бактерий группы кишечной

палочки на среде Хейфеца среда изменяет свой цвет из красно-фиолетового в

желтый, который затем может меняться до салатно-зеленого.

Обнаружение грамотрицательных палочек, специфически изменяющих цвет жидких

дифференциально-диагностических сред и образующих характерные колонии на

элективных средах с лактозой, указывает на наличие бактерий группы кишечной

палочки.

Определение бактерий из рода сальмонелл в 25 г продукта. Сущность метода

заключается в определении характерного роста сальмонелл на элективных

средах и установлении биохимических и серологических.

Навеску продукта массой 25 г от объединенной пробы вносили во флакон

Сокслета, содержащий 100 куб. см среды обогащения (Мюллера, Кауфмана,

хлористомагниевой среды М). Жидкость во флаконе должна подняться до метки

125 куб. см. Флаконы тщательно встряхивали и помещали в термостат с

температурой 37° С. Через 16-24 ч после тщательного перемешивания с помощью

бактериологической петли (диаметр 0,4 – 0,5 мм) или пастеровской пипетки

проводили посев из среды обогащения в чашки Петри с предварительно

подсушенной средой Эндо, БФА, Плоскирева, Левина или висмут-сульфит-агар

(по выбору).

Чашки с посевами помещали в термостат с температурой 37° С; посевы

просматривали через 16-18 часов.

На среде Эндо бактерии из рода сальмонелл образуют бесцветные или с розовым

оттенком колонии.

На среде БФА сальмонеллы образуют крупные, гладкие, красноватого оттенка

прозрачные колонии (колонии сальмонеллы тифи суис, как и на среде Эндо –

мелкие). Бактерии группы кишечной палочки образуют колонии желто-

зеленоватого цвета. Бактерии группы протея дают рост через 72 часа.

На среде Плоскирева сальмонеллы растут в виде бесцветных колоний, но

колонии более плотные и несколько меньшего размера, чем на среде Эндо.

На среде Левина сальмонеллы растут в виде прозрачных, бледных нежно-розовых

или розовато-фиолетовых колоний.

На висмут сульфитном агаре сальмонеллы растут в виде черных или коричневых

колоний с характерным металлическим блеском. При том наблюдается

прокрашивание в черный цвет участка среды под колонией. Исключение

составляют некоторые серологические типы из группы С, которые на этой среде

растут в виде нежных светло-зеленых или серовато-зеленых колоний.

Изолированные колонии, характерные для бактерий из рода сальмонелл,

пересевали на трехсахарный агар Крумвиде-Олькеницкого в модификации

Ковальчука штрихом по скошенной поверхности и уколом в столбик. Посевы

помещали на 12-16 часов в термостат с температурой 37° С.

При росте бактерий из рода сальмонелл цвет скошенной поверхности среды

Крумвиде-Олькеницкого в модификации Ковальчука – розовый, столбик – желто-

бурый; газообразование устанавливают по наличию трещин и разрыву столбика

агара, сероводородообразующие – вызывают потемнение столбика.

Другие грамнегативные бактерии дают следующие изменения цвета среды:

. Бактерии группы кишечной палочки – вся среда окрашивается в синий или

сине-зеленый цвет с образованием газа или без него;

. Бактерии из группы протея – среда окрашивается в ярко-красный цвет, может

образоваться черный осадок;

. Шигеллы и возбудители брюшного тифа – косяк окрашивается в розовый цвет,

столбик – в синий, или сине-зеленый.

Допускается вместо среды Крумвиде-Олькеницкого в модификации Ковальчука

посев на углеводные среды в короткий пестрый ряд, включая среды с глюкозой,

лактозой, сахарозой, маннитом, и мальтозой, полужидкий агар уколом (для

определения подвижности) и бульон Хоттингера для определения образования

индола и сероводорода.

Для дальнейшей идентификации бактерий готовили мазки, которые окрашивали по

Граму, микроскопировали и изучали серологические свойства микроорганизмов

путем постановки пробной агглютинации на предметном стекле с

агглютинирующей адсорбированной поливалентной сальмонеллезной О-сывороткой.

При получении положительной реакции на стекле с поливалентной сывороткой

проводили идентификацию с помощью монорецепторных агглютинирующих О-

сывороток.

Установив серологическую группу, к которой относятся исследуемые бактерии,

с помощью Н-сывороток определяли тип бактерий.

Обнаружение подвижных (кроме S. Pullorum & S. Gallinarum) грамотрицательных

палочек, дающих характерный рост на элективных средах, неферментирующих

лактозу и сахарозу, ферментирующих глюкозу и маннит с образованием кислоты

и газа ( S.typhi suis не ферментирует маннит), дающих положительную реакцию

агглютинации с монорецепторными О- и Н-сальмонеллезными сыворотками,

указывает на наличие бактерий из рода сальмонелл.

Определение бактерий группы протея. Сущность метода заключается в

определении морфологии и роста на питательных средах, способности

гидролизировать мочевину и образовывать сероводород.

Для подтверждения наличия роста протея в Н-форме 0,5 куб.см анализируемой

взвеси вносили в конденсационную воду свежескошенного мясопептонного агара,

разлитого в широкие пробирки, не касаясь среды (метод Шукевича).

Вертикально поставленные пробирки помещали в термостат с температурой

37° С. Через 18-24 ч посевы просматривали. Обращали внимание на образование

ползучего вуалеобразного налета с голубым оттенком; на скошенном

мясопептонном агаре культура поднимается из конденсационной жидкости вверх

по поверхности среды. При появлении характерного роста микробов рода

протея, микроскопировали окрашенные по Граму мазки и изучали подвижность

микробов в раздавленной или висячей капле.

Для обнаружения нероящихся О-форм можно проводить посев на поверхность

агара Плоскирева. О-форма протея растет на этой среде в виде прозрачных

колоний, слегка подщелачивающих среду, окрашивая ее в желтый цвет. Делали

пересев материала из подозрительных колоний в среду Крумвиде-Олькеницкого в

модификации Ковальчука, где при наличии бактерий из группы протея среда

окрашивается в ярко-красный цвет (вследствие расщепления мочевины) и может

образовываться черный осадок с возможным разрывом агарового столбика

(вследствие образования сероводорода).

Обнаружение полиморфных грамотрицательных палочек, образующих характерный

рост на средах в Н-форме (подвижные) и О-форме (неподвижные),

ферментирующих глюкозу и мочевину, неферментирующих лактозу и маннит,

указывает на наличие бактерий из рода протея.

Определение коагулазоположительных стафилококков. Сущность метода

заключается в определении морфологии, характера роста на питательных средах

и в способности отдельных стафилококков ферментировать лецитиназу и

коагулировать цитратную плазму крови кролика под воздействием фермента

коагулазы.

Из разведения анализируемой взвеси продукта (1/10) проводили посевы на

молочно-солевой агар, содержащий 6,5% хлористого натрия, для выявления

пигмента или желточно-солевой агар, содержащий 6,5% хлористого натрия, для

выявления лецитиназной активности.

Взвесь наносили на поверхность агара в количестве 0,2 куб.см и равномерно

растирали по всей поверхности агаровой среды.

Посевы термостатировали в течение 24 ч при температуре 37° С и 24 ч

выдерживали при комнатной температуре.

На поверхности питательной среды колонии стафилококка имеют вид плоских или

слегка выпуклых блестящих колоний с ровным краем. При этом на молочно-

солевом агаре лучше выявляется пигмент (эмалево-белый или золотистый), а на

желточно-солевом агаре колонии стафилококков могут образовывать «радужный

венчик», что является одним из признаков их патогенности.

Из подозрительных колоний готовили препараты, которые окрашивали по Граму.

При наличии стафилококков в препарате обнаруживаются грамположительные

мелкие кокки, располагающиеся неправильными гроздьями.

Для подтверждения признаков патогенности стафилококков ставили реакцию

плазмокоагуляции. В прибор с 0,5 куб.см цитратной плазмы крови кролика,

разведенной физиологическим раствором в соотношении ј , вносили петлю

чистой суточной культуры стафилококка и ставили в термостат при температуре

37°С. Реакцию плазмокоагуляции учитывали через 3-4 ч (не встряхивая

пробирку) и оставляли в термостате на сутки для окончательного учета через

24 ч.

Для постановки реакции плазмокоагуляции можно использовать также сухую

цитратную плазму крови кролика.

Реакцию считают положительной, если плазма коагулируется в сгусток.

Для определения количества стафилококков учитывали колонии стафилококков,

давшие положительную реакцию плазмокоагуляции. При расчете на 1 г продукта

количество подсчитанных колоний умножают на степень разведения и делят на

количество посевного материала.

Определение клостридий перфрингенс(сульфит-восстановителей). Сущность

метода заключается в специфическом росте клостридий перфрингенс в средах

СЦС или Вильсон-Блера, на которых в результате восстановления

сернистокислого натрия в сернокислый натрий происходит взаимодействие с

хлористым железом и образуется почернение среды за счет сернистого железа.

Проведение анализа на среде Вильсон-Блера. В пробирки, содержащие по 9

куб.см расплавленной и охлажденной до температуры 45° С среды Вильсон-

Блера, вносили стерильной пипеткой по 1 куб.см десятикратных разведений (от

1/10 до 1/1000000) взвеси испытуемого продукта. Посевной материал и среду

тщательно перемешивали. Посевы поместили в термостат с температурой 46° С

на 8-12 ч. Появление в среде черных колоний или почернение всей среды

указывает на присутствие сульфит-редуцирующих клостридий.

За положительный титр клостридий (сульфит-восстановителей) принимают то

максимальное разведение суспензий, в посеве которого произошло почернение

среды.

2.3 Изучение основных свойств добавок.

Для проведения исследования основных свойств добавок нами были отобраны в

стерильные чашки Петри из герметичной упаковки следующие добавки: Аромарос

«Премикс – 2», «Fest food», «Тари К – 20» и «Полифан».

В целях обеспечения объективности исследований данным добавкам были

присвоены следующие номера:

№1 – Аромарос «Премикс – 2»;

№3 – «Fest food»;

№5 – Тари К – 20;

№7 – «Полифан».

В асептических условиях для проведения исследований мы отобрали добавки в

следующих количествах:

№1 – 140 г;

№3 – 600 г;

№5 – 500 г;

№7 – 60 г.

Для проведения микробиологических исследований мы приготовили

последовательные разведения порошка добавок (1:10, 1:100, 1:1000), которые

затем посеяли на МПА и агар Эндо. Подобные исследования мы проводили

трижды. Результаты микробиологического исследования порошков добавок

приведены в таблицах 2, 3 и 4.

Учет результатов посева добавок от 24.03 98.

Таблица №2.

|Образец № |МАФАнМ | | |

|1 |5,5 х 10 | | |

|3 |1,3 х 10 | | |

|5 |9,1 х 10 | | |

|7 |2,7 х 10 | | |

| | | |

|Учет результатов посева добавок от 31.03.98. | | |

|Таблица №3. | | |

|Образец № |МАФАнМ | | |

|1 |5,4 х 10 | | |

|3 |1,8 х 10 | | |

|5 |8,1 х 10 | | |

|7 |2,7 х 10 | | |

Учет результатов посева добавок от 7.04.98.

Таблица №4.

|Образец № |МАФАнМ | |

|3 | |1,5 х 10 | |

|5 | |8,6 х 10 | |

|7 | |1,9 х 10 | |

|Примечание: рост микроорганизмов на среде Эндо не обнаружен. |

|По данным таблиц 2, 3, 4, наименьшее количество микробных клеток |

|содержится в добавке №1 ( 5,4 х 10), а наибольшее – в добавке №5 |

|(8,6 х 10); кроме того, в образце №3 были обнаружены колонии |

|плесеней (9 х 10). |

|2.4. Изучение микробиологических показателей колбасного фарша |

|при использовании исследуемых добавок. |

| |

| |

С целью изучения влияния добавок на микробиологическую обсемененность

колбасного фарша мы отобрали пробы фарша после куттерования (во время

которого добавки вносили в фарш) в стерильные чашки Петри. В лаборатории мы

приготовили последовательные разведения фарша ( 1:10, 1:100, 1:1000)

согласно п.2.2.3. и провели посев на МПА и среду Эндо.

Результаты посева фарша приведены в таблице 5, из данных которой следует,

что наименьшую микробную обсемененность имеет фарш №5 (7,3 х 10 ), а

наибольшую – фарш №3 (1,3 х 10 ). На среде Эндо рост микроорганизмов не

выявлен.

Учет результатов посева фарша от 11.03.98.

Таблица 5.

|Фарш № |МАФАнМ |

|1 |5,7 х 10 |

|3 |1,3 х 10 |

|5 |7,3х10 |

|7 |1,1 х 10 |

2.5. Изучение органолептических показателей вареных колбас

при использовании исследуемых добавок.

Опытные образцы вареных колбас при использовании исследуемых добавок были

изготовлены на МПП « Коломенское ». После завершения всех операций

технологического процесса сначала на МПП, а затем на кафедре химии пищи и

биотехнологии МГУПБ провели дегустацию и органолептическую оценку колбасных

изделий согласно п.2.2.1.

Результаты органолептического исследования приведены в таблице 6.

Таблица 6.

|Образцы |Внеш- ний|Консис-те|Вкус |Запах |Цвет |Общая |

| |вид |нция | | | |оценка |

|Конт-роль|4,7 |4,6 |4,7 |4,3 |4,4 |4,4 |

|1 |4,7 |4,8 |4,8 |4,7 |4,9 |4,7 |

|3 |4,7 |4,2 |4,3 |4,.1 |4,7 |4,3 |

|5 |4,7 |4,7 |4,7 |4,4 |4,6 |4,6 |

|7 |4,7 |4,6 |4,3 |4,0 |4,3 |4,3 |

Согласно данным таблицы 6, наилучший результат в оценке органолептических

показателей получили образцы колбасных изделий с добавками №1 и №5 (4,7 и

4,6), несколько ниже показатели по сравнению с контрольным образцом у

колбас с добавками №3 и №7 (4,3).

По отношению к контрольному образец №1 имеет улучшенные показатели по

консистенции, вкусу, запаху и цвету, а образец №5 – по консистенции,

запаху, цвету.

По сравнению с контрольным образец №3 имеет более низкие показатели по

консистенции, вкусу, запаху, но более высокие по цвету. Образец №7 уступает

контрольному по вкусу, запаху и цвету.

2.6. Изучение физико – химических показателей колбас при

использовании исследуемых добавок.

Для изучения физико – химических свойств колбасного фарша и колбас в

динамике мы трижды проводили исследования согласно п.2.2.2. в лаборатории

кафедры химии пищи и биотехнологии. Результаты исследований опытных

образцов мы свели в таблицы 7, 8, 9.

Физико – химические показатели фарша при использовании добавок.

Таблица 7.

|№ |pH, m +- 0,1 |Содержание влаги, |ВСС, % |

| | |% | |

|1 |6,6 |70,9 |87 |

|3 |6,5 |70,4 |86 |

|5 |6,6 |72,5 |86 |

|7 |6,8 |71,2 |85 |

Из данных таблицы 7 следует, что наибольшее значение pH наблюдается у

образца №7 (6,8), а наименьшее (6,5) - №3; наибольшее содержание влаги

Страницы: 1, 2, 3, 4, 5